Ви є тут

Особливості мультиплікації in vitro кісточкових культур

Основною метою досліджень є вдосконалення певних аспектів технології мікроклонального розмноження кісточкових культур. Завдання передбачали аналіз впливу розташування брунькових експлантів на рослині-донорі на формування регенерантів, а також встановлення особливостей гормонального та трофічного контролю за онтогенезом експлантів на етапі мультиплікації мікроклональних розсадок. На відміну від зерняткових рослин, кісточкові культури мають вегетативні бруньки, розташовані у верхній частині, та генеративні бруньки, що знаходяться в бічному положенні. Більшість плодових бруньок мають просту будову, тобто з них розвиваються лише квітки та плоди. Це призводить до оголення гілок, де раніше знаходилися квіткові бруньки. Ріст гілок забезпечується верхньою брунькою. Такий специфічний ріст вегетативних бруньок потребує особливого підходу у живленні кісточкових культур. Україна активно займається культивацією як аборигенних, так і інтродукованих видів кісточкових культур, таких як вишня, черешня, алича, слива, персик, абрикос та мигдаль, а також їх гібридів. Основна мета вирощування цих культур – отримання плодів з кісточками, де насіння знаходиться в твердій оболонці, а м'якоть є соковитою та придатною для споживання. Місцеві сорти кісточкових культур, які належать до родини Розові (Rosaceae), підродини мигдалевих (Amygdaloideae) або сливових (Prunoideae), були адаптовані до умов нашого регіону, потребують ефективної процедури розмноження для швидкого поширення. Походження їх переважно пов'язане зі Східноазійським центром культурних рослин, особливо з Китаєм. Ці рослини мають високу стійкість до спеки та вологи, що є характерною особливістю їх походження. Мікроклональне розмноження є одним з надійних методів отримання якісного садивного матеріалу, який вільний від хвороб та забезпечує швидкі темпи розмноження. Особливості метаболізму цих рослин виникли в результаті їх еволюційного розвитку в природних умовах. Система детермінант, зокрема трофічних, зберігається і в умовах in vitro. Кісточкові культури потребують ґрунти з високим вмістом елементів живлення, таких як кальцій та інші легкосуглинкові складові, з дренованою структурою та нейтральним рівнем кислотності (pH>6,0–6,5). Найбільш посухостійкі серед них – абрикос та вишня, хоча інші культури також можуть успішно рости у відносно сухих умовах. Такі специфічні потреби щодо умов середовища обумовлюють необхідність використання відповідних систем живлення, наприклад, середовищ Мурасіге та Скуга або Куаріна Лепувра.

Ключові слова: кісточкові культури, мультиплікація, живильні середовища, мікропагони, мікроклональне розмноження.

 

Посилання: 
1. Лозовіцький П.С. Основи землеробства та рослинництва. Рослинництво: посібник для вищих учбових закладів. Київ, 2010. Кн. 2. 268 с.
2. Агрономічні принципи вирощування кісточкових культур. URL: https://www.yara.ua/ crop-nutrition/fruits/stone-fruits/stone-fruit-key-facts/ agronomic-principles/
3. Кушнір Г.П., Сарнацька В.В. Мікроклональне розмноження рослин. Теорія і практика. Київ: Наук. думка, 2005. 270 с.
4. Druart P. Micropropagation of Prunus species relevant to cherry fruit production. Protocols for micropropagation of selected economically-important horticultural plants. 2013. P. 119–136.
5. Мікроклональне розмноження рослин / В.В. Мацкевич та ін. Суми, 2023. 215 с.
6. Хлорид ртуті (ІІ) (ртуть (ІІ) хлориста). URL: https://systopt.ub.ua/goods/view/17153365/all/hloridrtuti-ii-rtut-ii-hlo...
7. Domestos: що він робить і як працює. URL: https://www.domestos.ua/zdorovya-ta-hihiena/ vykorystannya-i-fakty-domestos.html
8. Інструкція щодо використання засобу дезінфікуючого «Бланідас 300 (Blanidas 300)» з метою дезінфекції об’єктів. Київ, 2017. URL: https://lysoform.shop/wp-content/uploads/2020/07/ instrukcziya-blanidas-300-1.pdf
9. Peculiarities of determining the morphogenesis of plants Corylus avellana L. and Prunus dulcis (Mill.) D.A. Webb. in vitro culture / V. Matskevych et al. Folia Forestalia Polonica, Series A – Forestry. 2022. Vol. 65(1). P. 1–14.
10. In Vitro Propagation of Virus Indexed Gisela-5 (Prunus cerasus × Prunus canescens) – Clonal Cherry Rootstock” / M. Thakur et al. IJCST. 2016.
11. Pevalek-Kozlina B., Jelaska S. Microclonal propagation of Prunus avium L. Acta Hortic. 1987. 212. P. 599–602. DOI: 10.17660/ActaHortic.1987.212.98.
12. Терек О.І., Пацула О.І. Ріст і розвиток рослин: навч. посібник. Львів: ЛНУ імені Івана Франка, 2011. 328 с.
13. Pilar Andreu, Juan A. Marín In vitro culture establishment and multiplication of the Prunus rootstock ‘Adesoto 101’ (P. insititia L.) as affected by the type of propagation of the donor plant and by the culture medium composition Scientia Horticulturae. 2005. Vol. 106. Issue 2. P. 258–267.
14. Jakab-Ilyefalvi Zsolt, Pamfil Doru, Clapa Doina, Fira Alexandru. In vitro regeneration and meristem culture of Prunus domestica CV. Bulletin of University of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine ClujNapoca. Horticulture. 2008. P. 1843–5394.
15. Recovery of virus-free Almond (Prunus dulcis) cultivars by somatic embryogenesis from meristem undergone thermotherapy / M. Ebrahimi et al. Sci Rep. 2022. 12. 14948. DOI: 10.1038/s41598-022-19269-3.
16. Advances in sanitation methods for fruit tree species through in vitro technologies: Possibilities and limits / K. Ben Mahmoud et al. 2017.
17. Zarghami R., Ahmadi B. Production of Plum Pox Virus-Free and Prunus Necrotic Ringspot VirusFree Regenerants Using Thermotherapy and MeristemTip Culture in Prunus persica L. Erwerbs-Obstbau 65. 2023. Р. 719–727. DOI: 10.1007/s10341-022-00731-5.
18. In vitro propagation of a semi-dwarfing cherry rootstock / A.S. Muna et al. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 59. 1999. P. 203–208. DOI: 10.1023/A:1006444925445.
19. Quoirin M., Lepoivre P. Improved media for in vitro culture of Prunus sp. Acta Hortic. 1977. 78. P. 437–442. DOI: 10.17660/ActaHortic.1977.78.54.
20. Nas M., Read P. A hypothesis for the development of a defined tissue culture medium of higher plants and micropropagation of hazelnuts. Scientia Horticulturae. 2004. 101. P. 189–200. DOI: 10.1016/j.scienta.2003.10.004.
21. Мацкевич В.В., Кімейчук І.В., Мацкевич О.В., Шита О.П. Світовий досвід, перспективи в Україні розмноження фундука та мигдалю. Агробіологія. 2022. № 1. С. 179–191.
22. Pérez-Tornero O., Burgos L. Apricot micropropagation. Protocols for Micropropagation of Woody Trees and Fruits. Springer, Dordrecht. 2007. DOI: 10.1007/978-1-4020-6352-7_25.
23. Murashige T., Skoog F. A Revised Medium for Rapid Growth and Bio Assays with Tobacco Tissue 234 Агробіологія, 2024, № 1 agrobiologiya.btsau.edu.ua Cultures. Plant Physiology. 1962. 15. P. 473–497. DOI: 10.1111/j.1399-3054.1962.tb08052.x/.
24. Lloyd G., McCown. Commercially-feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by use of shoot-tip culture. B., Int. Plant Prop. Soc. Proc. 1980. 30. 421 p.
25. Mohammad Matani Borkheyli, Seied Mehdi Miri, and Amrollah Nabigol. In vitro multiplication and rooting of GF677 rootstock. Journal of horticulture and postharvest research. 2021. Vol. 4(2). P. 243–252.
26. Ahmad T., Abbasi N.A., Hafiz I.A., Ali A. Comparison of sucrose and sorbitol as main carbon energy sources in micropropagation. Pak. J. Bot. 2007. 39. P. 1269–1275.
27. Non-climacteric ripening and sorbitol homeostasis in plum fruits / H. Kim et al. Plant Sci. 231. 2015. P. 30–39. DOI: 10.1016/j.plantsci.2014.11.002.
28. Redgwell, Bieleski R.L. Sorbitol-1-phosphate and sorbitol-6-phosphate in apricot leaves Phytochemistry. 1978. Vol. 17. Issue 3. P. 407–409.
29. Silencing leaf sorbitol synthesis alters long-distance partitioning and apple fruit quality / G. Teo et al. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2006. 103 (49). 18842–7. DOI: 10.1073/pnas.0605873103.
30. Cristina Weiser Ritterbusch, Simone Ribeiro Lucho, Elizete Beatriz Radmann, Valmor João Bianchi. Effect of Cytokinins, Carbohydrate Source and Auxins on In Vitro Propagation of the ‘G × N-9’ Peach Rootstock. International Journal of Fruit Science. 2020. DOI: 10.1080/15538362.2020.1822266.
31. Kose Sevde, Canli Fatih. In vitro Propagation of ‘Garnem’ (P. persica x P. dulcis) Rootstock. Plant Molecular Biology & Biotechnology. 2015. 5. P. 25–30.
32. Наталчук Т.А., Медведєва Т.В., Запольський Я.С., Барбан О.Б. Особливості впровадження в культуру in vitro вишні сорту «Ксенія» та вишні сорту «Василиса прекрасна». Вивчення та охорона сортів рослин. 2020. 16 (1). С. 97–102. DOI: 10.21498/2518-1017.16.1.2020.201353.
33. Охорона прав на сорти рослин. Бюлетень. Український інститут експертизи сортів. Вінниця: ТОВ «ТВОРИ», 2020. Вип. 5. 395 с.
34. Plant cell and tissue culture. Phytopathology. Biochemicals. Catalogye 2010–2012 / Catalogye edited by drs / F.T.M. Kors. Duchefa Biochemie B.V. 194 p. URL: http://brochure.duchefa-biochemie.com/ Duchefa_catalogus_2010_2012/.
35. Шита О.П., Філіпова Л.М., Мацкевич В.В. Особливості загальної стратегії живцювання мигдалю in vitro. ІV Міжнародна науково-практична інтернет-конференція «Сучасні виклики і актуальні проблеми лісівничої освіти, науки та виробництва». Біла Церква: БНАУ, 2024. C. 122–124.
 
Завантажити статью: 
ДолученняРозмір
PDF icon shita_1_2024.pdf3.99 МБ